Comment fonctionne la page native si vous avez des protéines basiques, acides et neutres dans un mélange? Êtes-vous censé d’abord séparer ces protéines en utilisant la chromatographie puis placer chaque protéine dans une électrophorèse différente bien avec une solution tampon différente?

Les gels de Polyacrylamide sont composés d’un gel d’empilement et d’un gel séparateur. Les gels empilables ont une porosité plus élevée par rapport au gel de résolution et agissent pour concentrer les protéines dans l’échantillon dans une zone de départ fine. Les gels de résolution ont une porosité inférieure et agissent pour séparer les protéines sur la base de la taille (en SDS-PAGE) ou à la fois de la taille et de la charge (PAGE native).

Un système commun utilise un tampon Tris-glycine à pH = 6,8 dans le gel d’empilage et du Tris-HCl à pH = 8,8 dans le gel de résolution. Cependant, une gamme de systèmes tampons est disponible selon la nature de l’échantillon étudié. Par exemple, la β-alanine / acide acétique à pH = 3,8 ou 6-amino-n-hexanoicacide / acide cacodylique à pH = 5,2, tous deux impliquant la migration vers la cathode, séparera les protéines avec une large gamme de points isoélectriques.

La complexité qui en résulte est probablement pourquoi la PAGE n’est pas utilisée pour les protéines natives. Le fait de placer des tampons de pH différents dans des puits séparés n’entraînera pas de courses à des valeurs de pH différentes puisque les tampons dans chaque puits seront submergés par le volume beaucoup plus important du tampon de fonctionnement.

Typiquement, le tampon dans le gel est élevé, pH 8,8, donc presque toutes les protéines vont migrer vers l’électrode négative. Si votre protéine d’intérêt a un pI> 8.8 alors courir avec les électrodes inversées.